撰文 | 十一月

染色质的可及性状态调节基因的表达调控，特定染色质可及性状态的建立和维持对于细胞类型特异性的基因表达程序非常关键【1】。DNA的复制过程是对染色质景观维持的一大挑战，复制之后染色质如何被恢复以及表观遗传修饰如何传播的还知之甚少。

为了揭开DNA复制过程中H2A-H2B是如何维持表观遗传记忆的，2023年2月6日，丹麦哥本哈根大学Anja Groth研究组在Cell上发表了文章Recycling of modified H2A-H2B provides short-term memory of chromatin states，发现在DNA复制后表观遗传修饰后的组蛋白H2AK119ub1、H2BK120ub1以及变体H2A.Z会被精确回收并循环利用，对称分配到滞后链并促进表观遗传修饰景观的迅速恢复，H2A-H2B在复制过程中的快速瞬时记忆帮助维持染色质的可及性状态。

染色质的基本组分是核小体，核小体是由组蛋白八聚体组成的，包含中心的组蛋白H3-H4四聚体两个侧面的H2A-H2B二聚体，共计被146个DNA碱基对环绕。组蛋白上存在大量的表观遗传修饰，在复制过程中组蛋白H3-H4被认为是传递表观遗传记忆的中心单位，但是H2A-H2B在复制过程中是如何进行的还不得而知。

20世纪八十年代的研究曾经发现，在DNA复制过程中，旧的亲本组蛋白会被回收利用，但是旧的H3-H4组蛋白维持四聚体结构，并不会与新的H3-H4组蛋白相混合；而新的H2A-H2B二聚体则与新、旧H3-H4组蛋白四聚体共同存在于复制叉中（编者注：2010年朱冰团队在Science发表文章报道了H3.1-H4组成的核心四聚体在DNA复制过程中保持完整）【2-4】。由于DNA复制过程中，染色质凝缩压实成为染色体，转录机器从染色体上被驱逐下来，H2A-H2B经历广泛的复制独立交换，也正是由于此无法对H2A-H2B在复制过程中的行为进行大量的代谢与荧光标记。

为了对H2A-H2B上的表观遗传修饰在DNA复制过程中的变化进行表征，作者们对H2AK119ub1、H2BK120ub1以及变体H2A.Z在DNA复制后立刻进行检测。为了获得高时间分辨率的数据，作者们使用定量ChOR-seq，并且以EdU标记的果蝇S2细胞作为参考，使用EdU脉冲标记非同步化的小鼠胚胎干细胞10分钟，随后进行染色质免疫沉淀ChIP以及分离EdU标记的DNA进行二代测序【5-6】。作者们发现H2A-H2B的组蛋白修饰以及H2A.Z在新生染色质中大量出现，并且占比与近似于总染色质状态，与H3-H4甲基化的特征相似。

定量ChOR-seq的测序结果表明H2A-H2B在DNA复制过程中会被回收。接下来作者们通过SCAR-seq技术对H2A-H2B回收后的再利用方式进行鉴定，SCAR-seq可以分别测量姐妹染色单体上组蛋白表观遗传修饰。作者们发现H2A-H2B回收后会在DNA复制过程中对称再利用，且这一过程与组蛋白H3-H4的回收不是同时进行的，说明两种组蛋白组分回收机制的不同。随后，作者们发现DNA聚合酶alpha 复合体催化亚基POLA1会作为H3-H4回收以及H2A-H2B回收的平台发挥作用。另外，H2BK120ub1以及变体H2A.Z表观记忆的储存依赖于转录，PRC1复合体的变体会促进H2AK119ub1表观记忆的快速再现。

最后，作者们想知道组蛋白H2A-H2B与组蛋白H3-H4的表观遗传记忆之间是否存在交叉会话。作者们发现H2AK119ub1表观记忆会促进H3K27me3修饰在DNA复制后的再现，但是H3K27me3修饰在对于H2AK119ub1修饰恢复则作用不大。

图2 工作模型

总的来说，作者们的工作通过高时间分辨率的测序精确刻画了DNA复制过程中组蛋白H2A-H2B的回收和表观遗传修饰的恢复（图2），为代际之间表观遗传记忆的传播提供了新机制上的见解。

原文链接：

https://doi.org/10.1016/j.cell.2023.01.007

参考文献

1. Yadav, T., Quivy, J.-P., and Almouzni, G. (2018). Chromatin plasticity: a versatile landscape that underlies cell fate and identity. Science 361, 1332–1336. https://doi.org/10.1126/SCIENCE.AAT8950.

2. Jackson, V. (1990). In vivo studies on the dynamics of histone-DNA interaction: evidence for nucleosome dissolution during replication and transcription and a low level of dissolution independent of both. Biochemistry 29, 719–731. https://doi.org/10.1021/bi00455a019.

3. Jackson, V. (1987). Deposition of newly synthesized histones: new histones H2A and H2B do not deposit in the same nucleosome with new histones H3 and H4. Biochemistry 26, 2315 2325. https://doi.org/10.1021/bi00382a037.

4. Xu, M., Long, C., Chen, X., Huang, C., Chen, S., and Zhu, B. (2010). Partitioning of histone H3-H4 tetramers during DNA replication-dependent chromatin assembly. Science 328, 94–98. https://doi.org/10.1126/science.1178994.

5. Revero´ n-Go´ mez, N., Gonza´ lez-Aguilera, C., Stewart-Morgan, K.R., Petryk, N., Flury, V., Graziano, S., Johansen, J.V., Jakobsen, J.S., Alabert,

C., and Groth, A. (2018). Accurate recycling of parental histones reproduces the histone modification landscape during DNA replication. Mol. Cell 72, 239–249.e5. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2018.08.010.

6.  Petryk, N., Dalby, M., Wenger, A., Stromme, C.B., Strandsby, A., Andersson, R., and Groth, A. (2018). MCM2 promotes symmetric inheritance of modified histones during DNA replication. Science 361, 1389–1392. https://doi.org/10.1126/science.aau0294

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